摘 要：
目的 分析胃癌筛查中应用胃蛋白酶原(PG)及幽门螺杆菌IgG抗体(Hp-IgG)联合检验的价值。方法 采用整群抽样法抽选郑州大学附属郑州中心医院2017年1月至2019年12月收治的胃癌患者80例为胃癌组，另选取同时间段健康体检者80例为对照组，对比两组血清中的胃蛋白酶原Ⅰ(PGⅠ)、胃蛋白酶原Ⅱ(PGⅡ)、PG I/PGⅡ以及Hp-IgG抗体阳性率情况。同时，将Hp-IgG抗体阳性者设为阳性组，Hp-IgG抗体阴性者设为阴性组，比较两组的PGⅠ、PGⅡ水平和PG I/PGⅡ比值情况。结果 胃癌组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值低于对照组，PGⅡ水平高于对照组(P <0.05)。胃癌组的Hp-IgG抗体阳性率(81.25%)显著高于对照组(22.50%)(P <0.05)。阳性组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值显著低于阴性组，PGⅡ水平显著高于阴性组(P <0.05)。结论 PG及Hp-IgG联合检测对胃癌早期防治意义重大，值得临床应用。
关键词：
幽门螺杆菌 胃蛋白酶原 胃癌 酶联免疫吸附法
胃癌发病率位居所有恶性肿瘤的首位。该病的发生与多种因素有关，且可发生在胃任何部位，但多数发生在胃窦部，涉及胃大弯、胃小弯以及前后壁。早期诊断并及时开展相应的治疗对改善患者预后意义重大。萎缩性胃炎、肠上皮化生属于两类主要癌前病变，而幽门螺杆菌(Hp)感染和萎缩性胃炎与胃癌发生有紧密联系。临床诊断需经胃镜病理组织活检后才可确诊，然而胃镜检查较为昂贵，再加上技术条件限制，较难大范围普及[1]。有研究发现，Hp感染的萎缩性胃炎或胃癌在疾病发展期间胃蛋白酶原(PG)会发生变化，因此将PG作为诊断萎缩性胃炎和胃癌的重要指标[2]。本文就胃癌筛查中应用PG联合幽门螺杆菌Ig G抗体(Hp-Ig G)检验的价值开展分析，现阐述如下。
1 资料与方法
1.1 一般资料
采用整群抽样法抽选郑州大学附属郑州中心医院2017年1月至2019年12月收治的胃癌患者80例为胃癌组，另外选取同时间段健康体检者80例为对照组。胃癌组男48例，女32例；年龄22～76岁，平均年龄(54.26±7.25)岁。对照组男46例，女34例；年龄24～75岁，平均年龄(54.35±7.12)岁。两组一般资料比较，无显著差异(P>0.05)，可进行后续研究。本研究得到医学伦理委员会许可。
纳入标准[3]：年龄均>40岁；均经胃镜、病理组织活检确诊为胃癌；1周之内未应用特殊药物；患者均知情同意并签署知情同意书；临床资料完整；对照组患者均经临床检查身体无异常，同时以往无任何疾病史。
排除标准：近期应用过胃黏膜保护剂、抑酸药或者抗生素者；存在消化道出血者；其他部位存在恶性肿瘤者；无法配合此次研究者。
1.2 方法
1.2.1 胃镜检查与病理学活检
胃癌组患者于胃镜直视下进行黏膜活检诊断的同时开展快速印片细胞学检查。活检选择普通活检钳，各病灶取材4～6块，用75%的酒精固定标本；固定活检标本前，首先在玻片上按照同一方向从里至外轻轻按压并滚动，晾干后立即进行染色镜检。染色采取快速WrightGiemsa(简称WG)复合染色法。WG染色液配制与染色方法：(1)配置方法。将瑞氏粉、姬姆萨氏粉各1g一同放置洁净乳钵中，加入10 m L甘油进行研磨；待充分研磨后，用甲醇多次清洗渗乳钵，倒进棕色瓶中；补充甘油总量至66 m L，用甲醇补足染液量至666 m L，一天摇动一次，10 d后过滤，采用磨塞玻璃瓶贮存备用。(2)染色方法。于印片上滴入1～2滴甲醇，固定数秒钟；滴入1～2滴上述染色液，用玻璃棒使染色液铺盖标本；加入4～6滴PH 6.8的缓冲液，并轻轻转动玻片，使其与染色液混匀；数秒后，用缓冲液冲洗，开展湿片镜检。
1.2.2 血清PG与Hp-Ig G抗体检验
所有受试者在清晨空腹状态下抽取肘静脉血4 m L，在室温静置后，以3000 r/min的速度开展10 min离心处理，取出上清液，置于-20℃的环境中保存待测。选择乳胶增强免疫比浊法检测血清中的胃蛋白酶原Ⅰ(PGⅠ)、胃蛋白酶原Ⅱ(PGⅡ)水平，并计算出PGⅠ/PGⅡ比值；选择酶联免疫吸附法检测Hp-Ig G抗体。PG检测试剂盒为北京北方生物技术研究所有限公司提供，Hp-Ig G检测试剂盒为上海双赢生物科技有限公司提供。操作者严格依据试剂盒中说明书开展操作。当PGⅠ≤70μg/L，同时PGⅠ/PGⅡ≤7.0时，即可判断PG阳性；当血清中Hp-Ig G抗体滴度≥10 U/m L时，即可判断Hp-Ig G抗体阳性。
1.3 观察指标
观察胃癌组与对照组的血清PGⅠ、PGⅡ水平，PGⅠ/PGⅡ比值及Hp-Ig G抗体阳性率。
观察阳性组与阴性组的PGⅠ、PGⅡ水平及PGⅠ/PGⅡ比值。
1.4 统计学处理
采用SPSS 18.0统计软件处理数据，计量资料用表示，采用t检验；计数资料用n(%)表示，采用χ2检验；P<0.05为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 胃癌组与对照组的PGⅠ、PGⅡ及PGⅠ/PGⅡ比值
胃癌组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值显著低于对照组，PGⅡ水平显著高于对照组(P<0.05)。见表1。
表1 胃癌组与对照组的PGⅠ、PGⅡ及PGⅠ/PGⅡ比值对比
2.2 胃癌组与对照组的Hp-Ig G抗体阳性率
胃癌组的Hp-Ig G抗体阳性率为81.25%，显著高于对照组的22.50%(P<0.05)。见表2。
表2 胃癌组与对照组的Hp-Ig G抗体阳性率对比[n(%)]
2.3 阴性组与阳性组的PGⅠ、PGⅡ及PGⅠ/PGⅡ比值
阳性组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值低于阴性组，PGⅡ水平高于阴性组(P<0.05)。见表3。
表3 阴性组与阳性组的PGⅠ、PGⅡ及PGⅠ/PGⅡ比值对比
3 讨论
胃癌属于临床常见恶性肿瘤，多发生于50岁以上人群，且男性发病率通常高于女性。该病有较高的病死率，故尽早确诊并予以有效的治疗对提升患者治愈率、降低其死亡率意义重大[4]。目前，临床在诊断胃癌时多选择胃镜及上消化道造影等方式，但该类检查手段有一定侵入性，同时操作复杂，花费成本较高，因此还需积极探索出更加合理的非侵入类检查手段。且传统癌胚抗原及糖链抗原19-9等肿瘤标志物在胃癌诊断中特异度较差[5]。为此，本文就PG联合Hp-Ig G检验在胃癌诊断中的作用开展探讨，给临床提供一定的指导。
PG属于胃主细胞合成及分泌的一类胃蛋白酶前体，是天冬氨酸蛋白酶家族的一个成员，主要包含PGⅠ与PGⅡ两个亚群。在胃酸的作用下，PG被合成后转变成胃蛋白酶，同时只有1%左右PG可经胃黏膜的毛细血管渗透到血液中[6]。PGⅠ是胃主细胞与黏液颈细胞的产物，PGⅡ来自于幽门腺、贲门腺或者十二指肠上段Brunner腺，若胃黏膜腺体出现萎缩，会导致PGⅠ分泌大量减少；若胃黏膜腺体出现肠上皮化生或者假幽门腺化生等情况，则PGⅡ的分泌会大量增加。由此得出，血清中的PG水平能有效反映出胃黏膜形态与功能。有研究发现[7]，除和胃黏膜的主细胞数量有关之外，PG水平还和Hp感染导致的炎症与消化性溃疡相关。Hp属于细菌性的致癌物质，同时也是胃癌出现的一个重要危险因素。Hp和胃部疾病有着紧密联系，能引发胃炎、胃溃疡甚至胃癌等，但有关Hp调节肿瘤生成精确的生物学机制仍未明确[8]。
本次研究发现，和对照组相比，胃癌组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值更低，同时PGⅡ水平明显上升。PGⅠ水平下降反映胃黏膜出现萎缩，同时主细胞数量有一定减少。PGⅡ水平上升说明胃黏膜腺体有一定化生概率。胃癌患者因腺体范围较大，以及癌细胞对主细胞和腺体的浸润使得假幽门化生或者肠上皮化生增多，最终造成胃癌患者的血清PGⅠ分泌减少、PGⅡ分泌增多，进而使得PGⅠ/PGⅡ比值下降。此外，和对照组相比，胃癌组Hp-Ig G抗体阳性率更高，说明胃癌患者的Hp感染率升高，而Hp感染可能与胃癌发生相关。Hp能释放出胞质毒素，使胃黏膜分泌机制受损，同时引发基因毒性，造成癌基因表达增加，最终引发胃癌。李婷[9]研究表明，Hp-Ig G抗体阳性者的PGⅠ水平和PGⅠ/PGⅡ比值比Hp-Ig G抗体阴性者更低，PGⅡ水平比Hp-Ig G抗体阴性者更高。本次研究发现，Hp-Ig G抗体阳性组的PGⅠ及PGⅠ/PGⅡ比值低于阴性组，PGⅡ水平高于阴性组。这与Hp对于胃肠黏膜细胞分泌的影响有关，Hp感染后，黏膜屏障功能下降，使得大量PG进入血液系统，进而改变血清中的PG水平，当病情进展到胃癌时会引发PG基因突变，对PGⅠ分泌量产生限制，从而PGⅠ下降、PGⅡ升高，且PGⅠ/PGⅡ比值下降。这和李婷研究中的结果相一致，进一步证实了PG水平和Hp感染之间关系密切。
综上所述，PG联合Hp-Ig G检测在胃癌筛查中能起到重要帮助，对胃癌早期防治意义重大，值得临床应用。
参考文献
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[3]杨伟华,丁禹,袁妮娜.血清胃蛋白酶原胃泌素-17幽门螺杆菌IgG抗体联合检测在胃癌诊断中的临床价值[J].浙江临床医学,2017,19(10):1930-1931.
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[8]吴杰,骆骥才,张剑英,等.胃蛋白酶原在胃癌患者血清中变化的意义及其与幽门螺杆菌感染的相关性[J].中华全科医学,2017,15(6):1010-1012,1050.
[9]李婷.血清胃蛋白酶原和幽门螺杆菌抗体检测在胃癌早期筛查中的应用价值[J].新乡医学院学报,2016,33(10):913-915.
